TECNICHE DI RACCOLTA E DI STUDIO


Le diverse tecniche di raccolta dei copepodi dipendono essenzialmente dal tipo di ambiente in cui si rinvengono, dalla granulometria del substrato e dal tipo di eventuale conservazione.

Per quanto riguarda i copepodi interstiziali e meiobentonici, un metodo efficace per estrarli da campioni fangosi e detritici consiste nella tecnica di centrifugazione-flottazione mediante impiego di silice colloidale (Jonge & Bowman, 1977). Trattamenti con ultrasuoni o surgelamento sono stati suggeriti per liberare i campioni da eventuali residui argillosi, ma tale tecnica viene generalmente evitata in quanto potrebbe provocare danni alle parti molli dell'animale. Alcuni autori consigliano di diluire il campione con una soluzione detergente alcalina (Aiax); dopo averlo tenuto per circa 1/2 ora ad una temperatura di circa 80'C vengono eliminate le particelle argillose, le eventuali pallottoline fecali (faecal pellets) ed altre possibili concrezioni.

I copepodi che vivono in associazione con alghe possono essere facilmente raccolti ponendo un contenitore di plastica ed un apposito retino di fronte al banco di alghe e rimuovendo le stesse dal substrato; successivamente i copepodi possono essere separati in laboratorio sia sfruttando il loro fototattismo o mediante decantazione.

Le forme planctoniche vengono comunemente raccolte con le abituali tecniche oceanografiche.

Per quanto riguarda le forme sotterranee, le tecniche di raccolta dipendono essenzialmente dal tipo di habitat da campionare. Negli ambienti interstiziali si ricorre generalmente alla tecnica suggerita da Karaman & Chappuis; gli ambienti freaticici si raggiungono mediante retini da plancton opportunamente modificati (Cvetkov). La campionatura dei copepodi cavernicoli si effettua mediante retini a strascico o da plancton, o con l'impiego di trappole a tempo.

Le fonne parassite e commensali si separano ponendo per molte ore i loro ospiti in un contenitore con acqua marina o dolce ed etanolo; in tal modo i copepodi abbandonano l' ospite e si vanno ad accumulare nel sedimento di fondo del contenitore; successivamente possono essere filtrati con un retino a maglie opportune. Per alcuni endoparassiti si rende necessario dissolvere i tessuti dell'ospite, facendo ricorso a particolari reagenti chimici. Una volta ottenuto, il materiale, Ŕ opportuno adoperare liquidi diversi per la fissazione e per la successiva conservazione.

Per la fissazione viene comunemente adoperata una soluzione di fomalina al 5%, stabilizzata, con tetraborato di sodio; questa bassa concentrazione riduce notevolmente la fragilitÓ del materiale. L'alcool, sebbene molto impiegato per la conservazione di collezioni nei musei, Ŕ il meno indicato per la conservazione dei copepodi in quanto pub provocare fragilitÓ e perdita di colore. L'etanolo, inoltre, con l' acqua marina pu˛ produrre un precipitato che si deposita sugli esemplari nascondendone dettagli morfologici fini. Molti autori, infine, fanno uso di glicerina sia per la fissazione che per la preparazione.

Per quanto riguarda l' allestimento di preparati microscopici generalmente si procede come segue: a) diafanizzazione degli esemplari da studiare con glicerina o acido lattico; b) rimozione dei tessuti interni mediante riscaldamento degli esemplari in una soluzione di idrossido di potassio al 10%, oppure adoperando pepsina; c) colorare eventualmente gli esemplari per mezzo di una soluzione di Clorazol Black E (1%) o con Rose Bengal; d) dissezionare gli esemplari in opportuni liquidi che ne eonsentano la successiva conservazione. L'Euparal si Ŕ rivelato un eccellente mezzo per montare esemplari in toto colorati; questo tipo di preparazione, inoltre, consente di smontare facilmente vecchie preparazioni semplicemente immergendole in etanolo al 95%.

Altri liquidi cornunernente adoperati per conservare preparati di copepodi, sia in toto che dissezionati, sono i seguenti: Balsarno di Canada disciolto in xilolo; benzene; cloroformio; liquido di Faure diluito con glicerina al 10% ed etanolo al 95% [Ŕ considerato uno dei migliori per il suo elevato indice di rifrazione (1.5)]; polivinil-lactofenolo (molto usato sebbene comporti una eccessiva diafanizzazione dei preparati); lactofenolo.

L'allestimento di preparati per lo studio al SEM richiede particolare cura ed attenzione in quanto, a causa delle loro ridottissime dimensioni ed estrerna fragilitÓ, i copepodi tendono generalmente a defonnarsi durante la fase di disidratazione. Il materiale viene preparato in gluteraldeide e successivarnente portato, per 24 ore, in tetrossido di 0srnio al 2% e, quindi, in acqua distillata. La disidratazione si effettua in una serie di etanolo al 30%, 50%, 70%, 80%, 95%, 100%; per materiale molto delicato si pu˛ usare anche una analoga serie di acetone. Successivamente gli esernplari disidratati, vengono fissati su di un supporto e trasferiti nell'apparato per il Critical-Point. Gli esernplari vengono, infine, opportunamente montati ed orientati e, quindi, metallizati con oro o con una lega di oro-palladio.


RIFERIMENTI BIBLIOGRAFICI


BLADES-ECKELBARGER P. 1. 1984. Aspects of internal anatomy and reproduction in the Copepoda. In: Syllogeus 58. Proc. 2nd Conf. on Copepoda. Ottawa, Canada: 25-50

BOXSHALL G. A. 1984. Phylogeny of Mormonilloida and Siphonostomatoida. In: Syllogeus 58. proc. 2nd conf. on Copepoda. Ottawa, Canada: 173-176

DUSSART B. H. 1968. Les Copepodes des eaux continentales d'Europe occidentale. 1. Calanoides et Harpacticoides. ed. Boubee & Cie, Paris.

DUSSART B. H. 1968. Les Copepodes des eaux continentales d'Europe occidentale. II. Cyclopoides et Biologie. ed. N. Boubee & Cie, Paris, pp.292

DUSSART B. H. 1968. Les Copepodes des eaux continentales d'Europe occidentale. II. Cyclopoides et Biologie. ed. N. Boubee & Cie, Paris, pp.292

HO J.-S. 1984. Phylogeny of Cyclopoida. In: Syllogeus 58. Proc. 2nd Conf. on Copepoda. Ottawa, Canada: 177-183

HUYS R. & G. A. BOXSHALL. 1991.Copepod evolution. The Ray Society. The Natural History Museum, London, pp. 468

JONGE V. D. & L. A. BOWMAN. 1977. A simple density separation technique for quantitative isolation of meiobenthos using the colloidal silica Ludox-TM. Mar. Biol. Berlin, 42: 143-148

MARCOTTE B. M. 1984. Phylogeny of the Copepoda Harpacticoida. In: Syllogeus 58. Proc. 2nd Conf. on Copepoda. Ottawa, Canada: 186-190

MYERS R. A. & J. RUNGE. 1984. Temperature-dependent changes in copepod adult size: an evolutionary theory. In: Syllogeus 58. Proc. 2nd con. on Copepoda. Ottawa, Canada: 374-376

PARK T. 1984. Phylogeny of Calanoid Copepods. In: Syllogeus 58. Proc. 2nd Conf. on Copepoda. Ottawa, Canada:191:196

POR F. D. 1984. Canuellidae Lang (Harpacticoida, Polyarthra) and the ancestry of the Copepoda. Crustaceana (suppl. 7): 1-24

REID J. W. 1991. Use of fine morphological structures in interpreting the taxonomy and ecology of continental cyclopoid copepods (Crustacea). Anais do IV Encontro Brasilero de Plancton:261-282

VERVOORT W. 1986. Bibliography of Copepoda, up to and including 1980. 1-11. Crustaceana suppl. 10- 11: 1- 845; Bibliography of Copepoda: addenda and corrigenda. 111. Crustaceana suppl. 12: 846-1316



DATABASE BIBLIOGRAFICO SUI COPEPODI AL SEGUENTE INDIRIZZO:

http://www.nmnh.si.edu/iz/copepod/wilson.htm




© 1999-2003 G.L.Pesce

All Rights Reserved. Text and images on this website may not be redistributed or put
as part of any collection (image archives, CDs etc) without prior written permission.